|
|
Material proporcionado por:
Dr. Alfonso J. Rodriguez Morales, M.D.
Universidad de Los Andes. Centro Trujillano de Investigaciones Parasitológicas José Witremundo Torrealba. Trujillo, Venezuela.
e-mail: ajrodriguezm_md@hotmail.com
|
|
|
Resumen
Las helmintiasis son enfermedades parasitarias muy frecuentes en nuestro medio, con una alta morbilidad, especialmente en poblaciones con grandes carencias sociales. Un grupo de estas patologías es capaz de producir manifestaciones bucales, por lo cual es importante que el odontólogo las conozco para poder identificarlas y manejarlas apropiadamente.
Palabras claves: enfermedades tropicales, manifestaciones bucales, helmintiasis.
Abstract
The helminthiases are parasitary diseases very frequent in Venezuela, with a high morbidity, especially in populations with large social problems. A group of these diseases is able to produce oral manifestations, for which is important that dental professional be able to know it to be capable to identified it and manage it properly.
Key words: tropical diseases, oral manifestations, helminthiasis.
Introducción
La esquistosomiasis y las geohelmintiasis son enfermedades antiguas que continúan causando miseria y discapacidad en poblaciones pobres. Las cifras son asombrosas, cerca de 2000 millones de personas tienen estas infecciones a nivel mundial, de los cuales 300 millones sufren alguna morbilidad severa asociada. Del total de infectados, se estima que 400 millones son niños en edad escolar. En 1999, la Organización Mundial de la Salud (OMS) estimó que las helmintiasis y la esquistosomiasis representaron más del 40% de la carga de morbilidad de todas las enfermedades tropicales, excluyendo la malaria.(1-3) Estas cifras reflejan la importancia que dicho grupo de enfermedades tienen en todo el mundo.
En el caso de Venezuela, de acuerdo a cifras del Ministerio de Salud y Desarrollo Social, entre los años 1990 y 2002 se procesaron y evaluaron 432.118 muestras de heces en el Programa de Control de Parasitosis Intestinales (PCPI), con un promedio de 33.240 ± 10.738,49 muestras por año (IC95% 33.208,27 - 33271,00), de las cuales un total de 212.826 fueron positivas a algún parásito (49,25%), con un promedio de positividad anual de 16.371 ± 5871,59 muestras positivas (IC95% 16353,23 - 16388,00). En el período estudiado la mayor evaluación de muestras de heces se realizó en el año 1991, cuando se recolectaron 54.002 muestras, de las cuales 51,94% resultaron positivas. En relación a los últimos cuatro años del período (1999 - 2002) el promedio de muestras evaluadas ha sido inferior al promedio anual del período, con una discreta tendencia hacia un menor número de muestras a evaluar en los próximos años (r2=0,328) (tendencia exponencial). Entre los años 1990 - 2002, la mayor positividad de muestras examinadas fue en el año 1993 en el cual de 27.577 muestras evaluadas, 14.713 resultaron positivas (53,35%) (p<0,001; x2=174,22; vs promedio anual). Del total de muestras examinadas en el período estudiado, en 28,06% (121.262 muestras) se identificó Trichuris trichiura (Figura 1); en 25,82% (111.578 muestras) se identificó Ascaris lumbricoides (Figura 2); y en 5,75% (24.886) Necator americanus (Figura 3) (p<0,0001). En relación con Trichuris trichiura, el helminto mas frecuentemente identificado en el PCPI, se ha encontrado en un promedio de 9.328 ± 4592,53 muestras de heces por año (IC95% 9.306,08 - 9.349,9), siendo el más frecuentemente identificado de los tres helmintos en la mayor parte de los años de estudio (1990-1998, 2000-2001), teniendo su mayor prevalencia en el año 1992 (34,37%). En cuanto a Ascaris lumbricoides, éste ha sido identificado en un promedio de 8.583 ± 3998,81 muestras de heces por año (IC95% 8562,79 - 8603,2), siendo el helminto mas frecuentemente identificado en el año 1999 y 2002, alcanzando su mayor prevalencia en 1993 (30,94%). Por otra parte, para Necator americanus se observó una media de 1.913 ± 1248,18 muestras de heces positivas a dicho nematodo por año (IC95% 1897,94 - 1928,00), mostrando su mayor prevalencia en el año 1990 (9,33%).(4)
Estas cifras demuestran la necesidad de profundizar en diversos estudios, particularmente en poblaciones a riesgo en zonas endémicas,(5-7) sobretodo ahora que podemos contar con un gran número de herramientas epidemiológicas y diagnósticas. Es importante acotar lo económico y sencillo de los tratamientos antihelmínticos, particularmente para los geohelmintos. En todo esto siempre es muy importante considerar la necesidad de un estudio integral de la enfermedad, la cual incluye también a la odontología, pues existen diversas manifestaciones bucales que pueden observarse en pacientes con helmintiasis, que a continuación serán revisadas en esta tercera entrega de la serie de manifestaciones bucales de las enfermedades tropicales presentes en Venezuela.
El Bruxismo y su Importancia en la Enterobiasis
El bruxismo es un rechinamiento de los dientes durante el sueño; se produce una actividad rítmica de los músculos maseteros, temporales y pterigoideos que produce una oclusión de la mandíbula, con emisión de ruidos de rechinamientos o castañeo de los dientes. Esta alteración puede ser transitoria o crónica. Si es crónica, produce un desgaste de los dientes y de las estructuras que los soportan, tanto tejidos blandos como alvéolos dentales. Estos pacientes generalmente no son conscientes de este cuadro y acuden al médico por dolores faciales y mandibulares; muchos se quejan de alteraciones del sueño inespecíficas. Los dolores más referidos son los faciales, mandibulares, de la articulación temporomandibular, cefaleas, pero también dolores de cuello y espalda, así como fatiga de la mandíbula al masticar.(8)
En la enterobiasis algunos autores han referido que los síntomas cardinales son de dos tipos: el prurito y los síntomas nerviosos.(9) Los síntomas nerviosos son variados y derivan de las alteraciones del sueño nocturno y sus lógicas consecuencias diurnas. Los niños sufren especialmente de insomnio, o bien, si han conciliado el sueño, se mueven inquietos en la cama, hablan dormidos o tienen pesadillas e, incluso, llegan al sonambulismo; muchos, presentan precisamente bruxismo al dormir. Al día siguiente, los niños aparecen pálidos, ojerosos, de aspecto apático, o bien están inquietos, muchas veces con un rendimiento deficiente en los estudios, que hace a sus profesores catalogarlos de malos estudiantes. De esta forma se conducen durante el día, de modo que llegan cansados y agotados a la noche siguiente.(9)
Por estas razones el odontólogo debe tener presente la posibilidad de infecciones por helmintos, particularmente Enterobius vermicularis (Figura 4), ante estos síntomas. Dado que muchas de estas patologías son crónicas, podría observarse por el bruxismo asociado el desgaste dental y alteraciones periodontales, entre otras, por lo cual se debería considerar y evaluar las parasitosis intestinales. Lo cual amerita solamente solicitar un estudio coproparasitológico seriado al paciente. Ahora bien, también es importante conocer la epidemiología de estas infecciones e investigarlas en el interrogatorio. La incidencia de estas parasitosis intestinales depende de varios factores, como la edad (más frecuente en la infancia), el nivel socioeconómico y las condiciones higiénico-sanitarias generales.(10) Una aproximación al diagnóstico requiere una anamnesis detallada y una exploración clínica en la búsqueda de signos y síntomas que pueden ser muy variados. Si bien en muchas ocasiones la infestación cursa de forma totalmente asintomática, los síntomas más comunes van a ser fundamentalmente de dos tipos: 1.-Síntomas gastrointestinales: Diarrea acuosa o mucohemorrágica, dolor abdominal, flatulencia, obstrucción intestinal. 2.-Síntomas carenciales: a) Por alteración de la absorción de nutrientes y micronutrientes. b) Por aumento de pérdidas intestinales. c) Por mecanismo puramente competitivo con algunos micronutrientes. Al interrogatorio o anamnesis es importante considerar: situación socioeconómica, hábitos higiénicos, contactos con personas parasitadas, ingesta de agua o alimentos, viajes a zonas endémicas, estado de salud, entre otros factores. En la evaluación clínica o semiológica debe tenerse presente: diarrea aguda o crónica, vómitos, dolor abdominal, prurito anal, vulvovaginitis, bruxismo, enuresis, anemia, fiebre, tos, entre otros síntomas.(10)
Una vez hecho el diagnóstico, que debería ser en conjunto con el médico, se debe considerar el tratamiento antihelmíntico de estos pacientes (con drogas como albendazol o mebendazol), pero también el educar a la familia (que debe ser evaluada y manejada en conjunto) sobre buenas medidas higiénicas personales, así como medidas sanitarias generales. Es importante considerar la posibilidad de anemia, la cual es muy frecuente en niños con parasitosis intestinales.
Infecciones producidas por Helmintos en la Cavidad Bucal y Estructuras Relacionadas
Los helmintos comprenden un grupo complejo de parásitos, metazoarios, de los cuales los de mayor importancia clínica son los nemátodes y los platelmintos (céstodes y tremátodes). Tanto los nematodes, como céstodes y tremátodes, pueden producir infecciones de la cavidad bucal, hecho que se ha venido reportado con mayor frecuencia en los últimos años en países endémicos para las diferentes helmintiasis a estudiar.
Como se ha introducido estas parasitosis pueden comprometer distintas estructuras de la región oronasofaríngea.(11) En la literatura se han reportado infecciones parasitarias en la esfera maxilofacial producidas por nemátodes como Ancylostoma o Necator, Strongyloides, Gnathostoma, Gongylonema, Trichinella, Dracunculus, Loa, filarias, Dirofilaria, y Onchocerca, entre otros; también por céstodes como Cysticercus, Echinococcus y Sparganum principalmente; y por algunos tremátodes, como es el caso de Schistosoma y Clinostomum.(12) Algunos de estos parásitos pueden afectar diversas estructuras que incluyen cavidad bucal, tejidos periodontales, lengua, labios, faringe, laringe, e incluso glándulas parótidas,(13) entre otras.
Nematodos
En el caso de la infección por Anisakis, esta nematodiasis es causada por la ingestión alimentos del mar crudos o mal cocidos, que están contaminados con larvas de éste parásito. Estas larvas tienen la capacidad de adherirse a la mucosa digestiva produciendo alteraciones gastrointestinales, pero también puede producirse la migración de la larva otros tejidos como la submucosa antral.(14) Los antígenos del parásito sirven como alergeno que han llegado a producir gingivoestomatitis alérgica secundaria a la infección helmíntica incluso comprometiendo la mucosa labial, que suele ser transitoria y resuelta después de tratamiento (Figura 5).(14) Aun cuando en Venezuela este parásito no se ha reportado, es importante tener presente que sí se ha descrito en Brasil (15) y más recientemente en Perú (16).
Otro grupo de helmintos que se ha observado produciendo afección de la esfera maxilofacial son las filarias, tanto microfilarias (detectadas en algunos estudios en frotis de estudios citológicos de cavidad bucal),(17) como en la infección propiamente dicha causada por Dirofilaria, que ha sido en los últimos 3 años una helmintiasis emergente en cavidad bucal, ya que hay 11 casos documentados reportados en la literatura odontológica,(18-22) de los cuales 8 fueron producidos por D. repens. Clínicamente la infección se presenta como un nódulo subcutáneo único y siempre sin signo alguno significante de inflamación. Las lesiones bucales dan una variedad amplia de posibles diagnósticos diferenciales que incluyen pólipos fibroepiteliales, adenomas, hiperplasia de las glándulas salivales, lipomas calcificados y nódulos linfáticos calcificados.(22) Debido a que la mayoría de las lesiones son bien demarcadas, los clínicos tiende a pensar en la posibilidad de un tumor benigno. En las lesiones se requiere invariablemente la toma de muestra para diagnóstico histopatológico (Figura 6), donde se puede observar tejido de granulación, importante inflamación y reacción fibrótica (Figura 7).(21) De dicha evaluación se puede lograr la recuperación de la filaria viva o muerta del tejido extraído, con su morfología característica (Figura 8), conducirá al diagnóstico correcto. En el caso de las dirofilariasis no existe un tratamiento médico apropiado solo la extracción del parásito, aunque algunos autores han indicado la dietilcarbamacina como de utilidad en estos casos.(21) Esta enfermedad ha sido poco estudiada en Venezuela, pero se tiene conocimiento de la presencia del parásito y sus vectores en nuestro país, particularmente en el estado Falcón.(23)
En muchos países de la región, como México, Perú, Ecuador y Brasil, pero no en Venezuela, se ha reportado la presencia de Gnathostoma spinigerum y otras posibles especies.(24-30) La gnatostomiasis es una zoonosis producida por larvas de tercer estadio avanzado de nemátodos del género Gnathostoma que se adquiere por comer peces de agua dulce crudos o mal cocidos. Esta enfermedad relativamente nueva en Latino América se manifiesta en sus primeras etapas como una larva migrans. De hecho, la enfermedad fue nombrada originalmente como paniculitis nodular migratoria eosinofílica.(26) Se manifiesta por la formación de un edema, casi siempre en forma de placa, que aparece en el tórax o en el abdomen, duro, doloroso al tacto, a veces con aumento de temperatura, pero siempre acompañado de prurito intenso; los pacientes se alarman porque a los pocos días cambia de lugar y sienten que algo se desplaza debajo de su piel con dolor y comezón.(31) Entre los tejidos que se pueden comprometer en la gnatostomiasis está la región maxilofacial. En Tailandia, en 1992, se reportaron 2 casos de la enfermedad en ésta esfera.(32)
Otra helmintiasis interesante es la gongilonemiasis. En el hombre, las lesiones producidas por Gongylonema se deben a la migración de los gusanos en vías de maduración o de los adultos en la mucosa y submucosa de la cavidad bucal. Estos gusanos se encuentran en los animales en el interior de canales largos, protuberantes y sinuosos, situados en la mucosa y submucosa del esófago (Figura 9), la cavidad bucal y la lengua. En los casos humanos comunicados, los parásitos se han localizado en labios, encías, bóveda palatina y velo del paladar, amígdalas y ángulo del maxilar. En la mayoría de los pacientes se veían los gusanos migrando activamente en la submucosa. La especie de mayor importancia es G. pulchrum (Figura 10), de la cual, a diferencia de G. neoplasticum y G. orientale, no se ha asociado con neoplasias malignas.(33)Esta nematodiasis es la única en la cual el parásito se localiza primariamente en la cavidad bucal.(33-36) La misma tiene una amplia distribución mundial estando presente en Europa, Marruecos, Rusia, China, Nueva Zelanda, Sri Lanka, Japón y EUA, pero no en Venezuela.(33-36)
Trichinella spiralis es el agente causal de la triquinosis o triquinelosis, enfermedad parasitaria cosmopolita, descrita en nuestro país desde 1881 por A. Díaz Rodríguez y por Simón Montiel en 1884.(37) Esta infección es frecuente en países donde se come carne de cerdo mal cocida o cruda. En el caso de la esfera odontológica, dado el tropismo del parásito por el tejido muscular estriado, se le ha encontrado infectado los músculos buccinadores, pterigoideos, así como también en la lengua.(38-43) Esta infección a nivel bucal se ha asociado con carcinoma de células escamosas (3 casos) y con carcinoma de la lengua (1 caso).(42,43)
Cestodes y Trematodes
La cisticercosis humana es una cestodiasis de gran importancia en la salud pública mundial y venezolana. Es causada por la forma larvaria (Cysticercus cellulosae) del cestote Taenia solium, de los cuales se han reportado alrededor de 50 casos con compromiso en cavidad bucal. En estos casos los diagnósticos diferenciales han incluido: lipoma, fibroma, neurofibroma, quistes de retención entre otros. Las estructuras más afectadas son: mucosa bucal, labios, ángulos de la boca, entre otros.(44-47)
Otra cestodiasis que se ha visto produciendo afectación de la esfera maxilofacial, también causada por las formas larvarias del parásito, es la hidatidosis.(48-56) Esta infección se ha observado a nivel del piso de la cavidad bucal,(48-50)submucosa bucal,(51) lengua (Figura 11),(52) glándulas salivales,(51,53) glándulas parótidas,(54,55) espacio parafaríngeo (Figura 12),(56) entre otras localizaciones. La hidatidosis (forma en seres humanos) y la equinococosis (en animales) se ha reportado en Venezuela desde principios del siglo pasado. El primer caso publicado fue un quiste en base pulmonar derecha en un paciente procedente de Barquisimeto. Se ha señalado la equinococosis en cerdos sacrificados procedentes de los estados Cojedes, Portuguesa y Guárico, entre otros. En un estudio publicado en el año 1959, en 2800 necropsias efectuadas en Valencia, Venezuela, se reportaron 2 casos: uno procedente del estado Lara y otro en un extranjero. En Maracaibo, se publicó un caso autóctono de quiste hidatídico primitivo en el miocardio.(37,57-60).
Entre los trematodes de interés odontológico se debe mencionar Clinostomum. Numerosas especies de la familia Clinostomatidae, género Clinostomum, Leidy, 1856, parasitan la garganta y el esófago de aves que comen peces de agua dulce. Se han comunicado ya mas de una decena de casos de laringitis humana debida la presencia de Clinostomum (Figura 13), en países del sudeste asiático, pero también en EUA.(61-66) Su manejo debe considerar el uso de sustancias anestésicas como la lidocaína, que permitan inmovilizar al parásito para extraerlo intacto de la laringe (Figura 14).(65) Las especies de interés son Clinostomum complanatum y Complanatum marginatum.(66) Este parásito no se ha reportado en Venezuela.
Conclusiones
Como se ha observado en esta revisión, las helmintiasis presentan una diversidad única entre muchos grupos biológicos de agentes infecciosos. Tienen la capacidad de infectar tanto como con sus formas larvarias como adultas y tienen una distribución global, que en años recientes se ha observado con gran incremento, en particular en zonas tropicales del mundo como Venezuela, donde sobretodo en el campo de los tremátodes y los céstodes se han reconocido parásitos y patologías que hace unas décadas atrás no estaban presentes en el país; muchos de ellos aun desconocidos en muchos aspectos epidemiológicos, fisiopatológicos, diagnósticos y sobretodo terapéuticos, por lo cual el equipo de salud, incluyendo el odontólogo debe tener presente las posibles manifestaciones y complicaciones de estas patologías emergentes. La epidemiología como siempre en el estudio estomatológico del paciente es fundamental, la evaluación de antecedentes de riesgo, hábitos alimentarios, contacto con animales domésticos y salvajes, viajes a zonas endémicas, entre otras, deben ser consideradas cuando se presentan pacientes con elementos presuntivos de estas posibles enfermedades que pueden comprometer la cavidad bucal y otras estructuras de las esfera maxilofacial.
Figura 1. Ilustración de las formas adultas (hembra y macho) de Trichuris trichiura (Descripción realizada por el Prof. Paul Hauduroy, Paris, Francia, 1923).
Figura 2. Ilustración de formas adulta de Ascaris lumbricoides (Descripción realizada por el Prof. Paul Hauduroy, Paris, Francia, 1923).
Figura 3. Ilustración del aparato copulatriz de Necator americanus (Descripción realizada por el Prof. Paul Hauduroy, Paris, Francia, 1923).
Figura 4. Ilustración de las formas adultas (macho y hembra) de Enterobius vermicularis (Descripción realizada por el Prof. Paul Hauduroy, Paris, Francia, 1923).
Figura 5. Procesos erosivos y eritematosos difusos afectando encías y mucosa alveolar (izquierda). Dos semanas después del tratamiento (Eguia A, et al. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod 2003;96(4):437-40.).
Figura 6. Hembra sexualmente madura liberada al incidir un nódulo e identificada como Dirofilaria tenuis (Beaver PC, Orihel TC. Am J Trop Med Hyg 1965;14(6):1010-29.).
Figura 7. Sección de una muestra histopatológica mostrando la cavidad de un absceso delineado por músculo esquelético y tejido de granulación con inflamación marcada y reacción fibrótica. Se observan secciones trasversales del nematodo localizadas en el centro de la cavidad del absceso. (To EW, Tsang WM, Chan KF. Int J Oral Maxillofac Surg 2003;32(1):104-6.).
Figura 8. Dirofilaria repens detectado en estudio histopatológico de mucosa bucal (Tilakaratne WM, Pitakotuwage TN. J Oral Pathol Med 2003;32(8):502-5.).
Figura 9. Aspecto del tejido luminal del esófago de una vaca parasitada por Gongylonema pulchrum, foto tomada por endoscopia digestiva superior (UPenn, Schl. VetMed. Lab #5: Spirurids and Filarids. Veterinary Parasitology http://cal.vet.upenn.edu/).
Figura 10. Extremo anterior del adulto de Gongylonema pulchrum (Baylis HA. J Comp Pathol Therap 1925:38).
Figura 11. Lesión globular circunscrita única, de 3 cms de diámetro, en la parte lateral inferior de la lengua de un paciente con hidatidosis bucal (Saez J, Pinto P, Apt W, Zulantay I. Am J Trop Med Hyg 2001;65(4):338-40.).
Figura 12. Tomografía Axial Computarizada mostrando una masa quística en el espacio parafaríngeo derecho producida por una hidatidosis parafaríngea (Hotz MA, Gottstein B. J Oral Maxillofac Surg 1999;57(1):80-3.).
Figura 13. Fotomicrografía de un adulto de Clinostomum complanatum obtenido de la pared faríngea de un paciente de Corea (Chung DI, et al. Korean J Parasitol 1995;33(3):219-23.).
Figura 14. (A) Imagen laringomicroscópica mostrando al parásito en la región aritenoides; parte del parásito ha penetrado la submucosa. (B) Después de la administración de lidocaína en spray, se inmovilizó al parásito pudiendo ser removido en su totalidad fácilmente (Kitagawa N, et al. Am J Otolaryngol 2003;24(5):341-3.).
|
|
Referencias bibliográficas
1. WHO. Schistosomiasis and soil-transmitted helminthiasis. In: WHO. Global defence against the infectious disease threat. WHO, Geneva, 2003. /WHO/CDS/2003.15.
2. Chan MS. The global burden of intestinal nematode infections: fifty years on. Parasitol Today 1997;13:438–43.
3. WHO and UNICEF. Prevention and control of schistosomiasis and soil-transmitted helminthiasis. WHO, Geneva, 2004. /WHO_CDS_CPE_PVC_2004.9.
4. MSDS. Informe Técnico, Programa de Control de Parasitosis Intestinales en Venezuela, 1990-2000. Dirección General de Salud Ambiental y Contraloría Sanitaria, MSDS. Maracay, 2003.
5. Rodríguez AJ, Barbella R, Case C, Arria M, Ravelo M, Perez H, Urdaneta O, Gervasio G, Rubio N, Maldonado A, Aguilera Y, Blanco JJ, Colina M, Hernandez E, Araujo E. Parasitosis intestinales en el embarazo: estudio clínico-epidemiológico multicéntrico, Venezuela 2003. Reporte Preliminar. Bol Ven Infectol 2003;14(1):36.
6. Rodríguez AJ. Parasitosis Intestinales y Embarazo. Venezuela Analítica 2004 13 Ene; http://www.analitica.com/va/sociedad/articulos/6856876.asp
7. Rodríguez AJ, Barbella R, Case C, Arria M, Ravelo M, Perez H, Urdaneta O, Gervasio G, Rubio N, Maldonado A, Aguilera Y, Blanco JJ, Colina M, Hernandez E, Araujo E. Intestinal Parasitic Infections Among Venezuelan Pregnant Women – National Multicentric Study, 2003. International Journal of Infectious Diseases 2004;8(Suppl 1):S217.
8. Galdon Castillo A, Galera Mendoza L, Egea Gonzalez A, Gonzalez Olsen A, Sanchez Gonzalez Y, Paniagua Soto J. Alteraciones del sistema digestivo durante el sueño. Rev Neurol 2004;38(8):757-65.
9. Atias A. Oxyuriasis. En: Atias A, Neghme A. Parasitología Clínica. Edit. Inter-Médica, Buenos Aires, 1979:165-171.
10. González De La Rosa JB, Barbadillo Izquierdo F, Merino Arribas JM, Sánchez Martín J. Parasitosis intestinales. Protocolo diagnóstico-terapéutico. Bol Pediatr 1999;39:106-11.
11. Martinez Maranon R. Parasitic organisms of the oronasopharyngeal region. ADM 1980;37(6):340-2, 363-9.
12. Piette E. General review of parasitoses involving the maxillofacial region. Acta Stomatol Belg 1989;86(3):175-210.
13. Seddon SV, Peckitt NS, Davidson RN, Sugar AW. Helminth infection of the parotid gland. J Oral Maxillofac Surg 1992;50(2):183-5.
14. Eguia A, Aguirre JM, Echevarria MA, Martinez-Conde R, Ponton J. Gingivostomatitis after eating fish parasitized by Anisakis simplex: a case report. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod 2003;96(4):437-40.
15. Santos CP, Lodi L. Occurrence of Anisakis physeteris Baylis, 1923 and Pseudoterranova sp. (Nematoda) in pygmy sperm whale Kogia breviceps (De Blainvillei, 1838) (Physeteridae) in northeastern coast of Brazil. Mem Inst Oswaldo Cruz 1998;93(2):187-8.
16. Cabrera R, Del Pilar M, Altamirano T. Anisakidosis: ¿Una zoonosis parasitaria marina desconocida o emergente en el Perú? Rev Gastroenterol Peru 2004;24(4):335-42.
17. Bakilana PB. Microfilaria in oral cytological smears. Report of 2 cases. Odontostomatol Trop 1985;8(3):133-4.
18. Lapierre J, Commissionat Y, Tourte-Schaefer C, Ancelle T, Heyer F, Hassin M, Faurant C. Dirofilariasis in humans. Report of a case with localization in the cheek. Sem Hop 1982;58(25):1575-7.
19. Markopoulos AK, Trigonidis G, Papanayotou P. Submucous dirofilariasis involving the cheek. Report of a case. Ann Dent 1990;49(1):34-5, 50.
20. Collins BM, Jones AC, Jimenez F. Dirofilaria tenuis infection of the oral mucosa and cheek. J Oral Maxillofac Surg 1993;51(9):1037-40.
21. To EW, Tsang WM, Chan KF. Human dirofilariasis of the buccal mucosa: a case report. Int J Oral Maxillofac Surg 2003;32(1):104-6.
22. Tilakaratne WM, Pitakotuwage TN. Intra-oral Dirofilaria repens infection: report of seven cases. J Oral Pathol Med 2003;32(8):502-5.
23. Ramones W, Rodríguez D. Diagnóstico de Filariasis canina en clínicas veterinarias de Punto Fijo Estado Falcón. Tesis de MV, UNEFM, Coro, Venezuela, 2000.
24. Ollague W, Ollague J, Guevara de Veliz A. Eosinophilic migratory nodular panniculitis (human gnathostomiasis in Ecuador). 1st finding of the parasite in South America. Med Cutan Ibero Lat Am 1982;10(2):73-8.
25. Ollague W, Ollague J, Guevara de Veliz A, Penaherrera S. Human gnathostomiasis. The first evidence of the parasite in South America. Ann Dermatol Venereol 1983;110(4):311-5.
26. Ollague W, Ollague J, Guevara de Veliz A, Penaherrera S. Human gnathostomiasis in Ecuador (nodular migratory eosinophilic panniculitis). First finding of the parasite in South America. Int J Dermatol 1984;23(10):647-51.
27. Wenceslao Ollague L, Eduardo Gomez L, Manuel Briones I. Natural infection of fresh water fishes with third stage larvae of Gnathostoma spinigerum and its dynamics of transmission to man. First report in Ecuador and America. Med Cutan Ibero Lat Am 1988;16(4):291-4.
28. Almeyda-Artigas RJ, Bargues MD, Mas-Coma S. ITS-2 rDNA sequencing of Gnathostoma species (Nematoda) and elucidation of the species causing human gnathostomiasis in the Americas. J Parasitol 2000;86(3):537-44.
29. Chappuis F, Farinelli T, Loutan L. Ivermectin treatment of a traveler who returned from Peru with cutaneous gnathostomiasis. Clin Infect Dis 2001;33(4):E17-9.
30. Bommer W. Excessive subcutaneous gnathostomosis after a six months stay in Peru. Successful treatment with albendazole. Wien Klin Wochenschr 2004;116 Suppl 4:61-4.
31. Lamothe-Argumedo R. La gnatostomiasis en México: un problema de salud pública. Anales del Instituto de Biología, Universidad Nacional Autónoma de México 2003;74(1):99-103.
32. Sookasam M, Reichart PA. Migratory facial swelling due to gnathostomiasis. Int J Oral Maxillofac Surg 1992;21(3):176-7.
33. Beaver PC, Jung RC, Cupp EW. Spurida: Dracunlus y otros. Cap. 22. En: Beaver PC, Jung RC, Cupp EW. Parasitología Clínica. Salvat Editores, Barcelona, 1984:363-78.
34. Sakovich AA. A case of human gongylonemiasis with affection of tissues of the perioral region. Stomatologiia (Mosk) 1970;49(5):80.
35. Wilson ME, Lorente CA, Allen JE, Eberhard ML. Gongylonema infection of the mouth in a resident of Cambridge, Massachusetts. Clin Infect Dis 2001;32(9):1378-80.
36. Eberhard ML, Busillo C. Human Gongylonema infection in a resident of New York City. Am J Trop Med Hyg 1999;61(1):51-2.
37. Homez Chacin J, Soto R, Tarazón de Soto S, Méndez H, Mármol León P. Parasitología. Edit. Universidad del Zulia, Maracaibo, Venezuela, 1990:35-8.
38. Hattowska H, Zielinska K. A rare case of Trichinella spiralis isolated in the buccinator muscle. Czas Stomatol 1982;35(4):225-7.
39. Herzog M, Gunther M, Seitz HM. Trichinosis. Detection of trichina in the pterygoid muscle. Dtsch Z Mund Kiefer Gesichtschir 1985;9(2):156-9.
40. Miloro M, Kinney LA. Trichinosis of the lateral pterygoid muscle. Oral Surg Oral Med Oral Pathol 1994;78(3):276-7.
41. Kazacos KR, Little AS, Rohe FJ, Wade WF, Gaafar SM. A tongue biopsy technique for the detection of trichinosis in swine. Vet Parasitol 1986;19(1-2):151-6.
42. Bruce RA. Trichinosis associated with oral squamous cell carcinoma: report of three cases. J Oral Surg 1975;33(2):136-41.
43. Cheung LK, Yeung RW, Leung SY, Samman N. Trichinosis associated with carcinoma of the tongue: case report. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod 1997;84(1):32-4.
44. Rosencrans M, Barak J. Parasitic infection of the mouth. A case report of cysticercus cellulosae. N Y State Dent J 1969;35(5):271-3.
45. Fazakerley MW, Woolgar JA. Cysticercosis cellulosae. An unusual cause of a labial swelling. Br Dent J 1991;170(3):105-6.
46. Pinswasdi P, Charoensiri DJ. Cysticercosis in labial tissue. Case report. Aust Dent J. 1997;42(5):319-21.
47. de Souza PE, Barreto DC, Fonseca LM, de Paula AM, Silva EC, Gomez RS. Cysticercosis of the oral cavity: report of seven cases. Oral Dis 2000;6(4):253-5.
48. Kataye S, Hneidi J. Hydatid cyst of the mouth floor (a case). Ann Otolaryngol Chir Cervicofac 1973;90(12):727-8.
49. Hansen LS, Allard RH. Encysted parasitic larvae in the mouth. J Am Dent Assoc 1984;108(4):632-6.
50. Hendaoui L, Adouani A, Hamida K, Slim R, Seghir M, Jaafar MB, Cheikh MB. An uncommon localization of hydatid cyst: the mouth floor. Apropos of a case in a child. Ann Radiol (Paris) 1985;28(8):618-20, 625.
51. Bouckaert MM, Raubenheimer EJ, Jacobs FJ. Maxillofacial hydatid cysts. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod 2000;89(3):338-42.
52. Saez J, Pinto P, Apt W, Zulantay I. Cystic echinococcosis of the tongue leading to diagnosis of multiple localizations. Am J Trop Med Hyg 2001;65(4):338-40.
53. Gurses N, Baysal K, Gurses N. Hydatic cyst in the thyroid and submandibular salivary glands in a child. Z Kinderchir 1986;41(6):362-3.
54. Saxena SK, Chaudhary SK, Saxena GR, Rao S. Hydatid cyst of the parotid gland (a case report). J Postgrad Med 1983;29(2):105-6.
55. Akhan O, Ensari S, Ozmen M. Percutaneous treatment of a parotid gland hydatid cyst: a possible alternative to surgery. Eur Radiol 2002;12(3):597-9.
56. Hotz MA, Gottstein B. Cystic echinococcosis of the parapharyngeal space: case report with a 20-year follow-up. J Oral Maxillofac Surg 1999;57(1):80-3.
57. Mujica G. Equinococosis en material de autopsia de Valencia, Venezuela. Arch Venez Med Trop Parasitol Med 1959;3:208-17.
58. Melendez RD, Yepez MS, Coronado A. Echinococcus oligarthrus cysts of rabbits in Venezuela. J Parasitol 1984;70(6):1004-5.
59. Lopera RD, Melendez RD, Fernandez I, Sirit J, Perera MP. Orbital hydatid cyst of Echinococcus oligarthrus in a human in Venezuela. J Parasitol 1989;75(3):467-70.
60. Guanipa N, Chacin de Bonilla L, Finol F, Cano G. Quiste hidatídico pulmonar. Presentación de un caso. Invest Clin 1990;31(2):105-13.
61. Beaver PC, Jung RC, Cupp EW. Anfistomas y distomas. Cap. 28. En: Beaver PC, Jung RC, Cupp EW. Parasitología Clínica. Salvat Editores, Barcelona, 1984:485-525.
62. Shirai R, Matsubara K, Ohnishi T, Nishiyama H, Miyamoto J, Watanabe A, Harada R, Kadota J, Kohno S. A case of human infection with Clinostomum sp. Kansenshogaku Zasshi 1998;72(11):1242-5.
63. Dias ML, Eiras JC, Machado MH, Souza GT, Pavanelli GC. The attachment of Clinostomum sp. (Digenea, Clinostomidae) to the oesophagus of the bird Ardea cocoi (Aves, Ardeidae). Parasite 2003;10(2):185-7.
64. Chung DI, Moon CH, Kong HH, Choi DW, Lim DK. The first human case of Clinostomum complanatum (Trematoda: Clinostomidae) infection in Korea. Korean J Parasitol 1995;33(3):219-23.
65. Kitagawa N, Oda M, Totoki T, Washizaki S, Oda M, Kifune T. Lidocaine spray used to capture a live Clinostomum parasite causing human laryngitis. Am J Otolaryngol 2003;24(5):341-3.
66. Dzikowski R, Levy MG, Poore MF, Flowers JR, Paperna I. Clinostomum complanatum and Clinostomum marginatum (Rudolphi, 1819) (Digenea: Clinostomidae) are separate species based on differences in ribosomal DNA. J Parasitol 2004;90(2):413-4.
67. Hauduroy P. Atlas de Parasitologie. Librairie Octave Doin, Paris, 1923:3-4.
68. Beaver PC, Orihel TC. Human infection with filariae of animals in the United States. Am J Trop Med Hyg 1965;14(6):1010-29.
69. University of Pennsylvania, School of Veterinary Medicine. Laboratory #5: Spirurids and Filarids. Veterinary Parasitology VPTH603 Laboratory. URL: http://cal.vet.upenn.edu/
70. Baylis HA. On the species of Gongylonema (Nematoda) parasitic in ruminants. J Comp Pathol Therap 1925:38.
|
|
No hay comentarios:
Publicar un comentario